Schon bald nach Einführung des Penicillins in die Antibiotikatherapie konnten resistente Stämme von S. aureus gefunden werden. Damals definierte man Resistenz als ein Versagen der Therapie unter Umständen, unter denen ein Antibiotikum normalerweise wirkte. Im Jahre 1945 gab es einige, 1950 bereits viele Versager. Später (1970) traten Meningitiden auf, bei denen die Ampicillintherapie gegen die damals noch deutlich häufigeren H. influenzae nicht wirksam war (1). Resistenz kann man also als die klinische Unwirksamkeit der Antibiotikatherapie definieren. Eine so operationalisierte Definition von Resistenz findet man heute noch bei der Beurteilung von resistenten Malariaplasmodien. Diese Definition von Resistenz ist einleuchtend, jedoch in jedem Einzelfall auf das Therapieversagen für seine Erkennung angewiesen.
Andere Definitionen wurden entwickelt, die versuchten, nicht mehr erst nach der Therapie eine Aussage zur Wirksamkeit eines Antibiotikums machen zu können. Erwähnenswert sind hier insbesondere der Ansatz bei dem die Empfindlichkeit des Mikroorganismus in vitro gemessen und in Beziehung gesetzt wird zu den in vivo erreichbaren Konzentrationen. Streng genommen müssen für die korrekte Interpretation also die Empfindlichkeit des Erregers am Infektionsort und die dort erreichbare Konzentration des Antibiotikums bekannt sein. Tatsächlich aber wird die in vitro gemessene Empfindlichkeit in einem Nährmedium (meist Mueller-Hinton) in Beziehung gesetzt zur im Serum durch Infusion erreichbaren Konzentration. Die Konzentrationen am Infektionsort können aber erheblich differieren, wie Tabelle 1 darstellt.
Idealerweise sollte das Laboratorium eine Methode zur Verfügung haben, mit der sich die Wirksamkeit eines Antibiotikums in einer gegebenen Situation vorher sagen lässt. Die oben genannten in vitro Methoden ergeben, richtig angewendet, reproduzierbare Ergebnisse und können als Orientierung auf das Ziel dienen. Dass die Biologie der Infektionen deutlich komplexer ist, als sie sich mit einer schematisierten In-Vitro-Resistenzbestimmung abbilden lässt, erkennt man an Situationen, in denen man klinischen Erfolg hat, obwohl die Antibiotika in vitro unwirksam erscheinen, und in denen die Therapie versagt, obwohl die Antibiotika in vitro wirksam waren. Insbesondere die letzte Situation ist möglichst zu vermeiden.
Eines der ersten Beispiele für eine In-vitro-Resistenztestung, die zu sensible Ergebnisse liefert, mag die Untersuchung er Oxazillinempfindlichkeit bei Staphylococcus aureus dienen. Als in Deutschland diese Empfindlichkeit noch mit einem 5µg Oxacillin oder Flucloxacillin-Testblättchen untersucht wurde, gab es kaum Oxacillin (=Methicillin) resistente Staphylococcus aureus (3) obgleich die schon damals bekannte Untersuchung mittels eines Oxacillin enthaltenden Agars eine deutliche Prävalenz aufzuzeigen in der Lage war (3). Das Untersuchungsverfahren verwendet 4% NaCl im Agar, eine gänzlich unphysiologische Situation, wenn man die Verhältnisse im Blut betrachtet, dennoch sagt das Testergebnis die klinische Wirksamkeit voraus.
Wenn man akzeptiert, dass mindestens bei S. aureus eine Situation existiert, in der das Ergebnis eines speziellen Untersuchungsverfahrens einen Prädiktor für die klinische Wirksamkeit darstellt, gibt es keinen Grund, ähnliche Zusammenhänge bei anderen Mikroorganismen grundsätzlich abzulehnen. Bei E. coli kommt es vor, dass gegenüber Ampicillin eine Resistenz besteht, die üblicherweise in vitro auch relativ leicht zu detektieren ist. In vielen Fällen erscheint Mezlocillin oder Piperacillin bei diesen Stämmen in vitro noch wirksam zu sein, so dass man verleitet sein könnte, diese Medikamente therapeutisch zu verwenden. Es ist allerdings bekannt, dass die Behandlungsergebnisse in diesen Fällen schlechter sind als z.B. mit Cephalosporinen der II. oder III. Generation (4, 5, 6). In diesem Fall kann also das Testergebnis eines Antibiotikums nicht nur seine sondern auch die Wirksamkeit verwandter Antibiotika vorhersagen.
Bevor man sich mit der Identifizierung von Resistenzmechanismen beschäftigt, sollte man sicherstellen, dass die Identifizierung mit der natürlichen Resistenz bzw. der typischen Empfindlichkeit übereinstimmt (Tab. 2).
Grampositive Bakterien zeichnen sich im Allgemeinen durch eine Zellwand mit mehrschichtigem Murein aus. Sie können über zusätzliche Polymere wie Teichonsäuren, Lipoteichonsäuren und über assoziierte und kovalent verbundene Proteine verfügen. Die Abwesenheit einer äußeren Membran bedingt, dass die Zellwand und die Zytoplasmamembran für im Medium gelöste Substanzen relativ leicht zugänglich sind. Staphylokokken und Streptokokken sind seit jeher als Erreger von Wundinfektionen und Haut- Weichteilinfektionen gefürchtet. Im Falle von S. aureus haben wir auch ein Beispiel eines Erregers, der sich bisher noch fast jeder antibiotisch wirksamen Substanz durch Entwicklung von Resistenz entziehen konnte. Bei diesem Bakterium ist also die richtige Erkennung von Resistenz und Sensibilität von erheblicher therapeutischer Bedeutung. Streptokokken, insbesondere S. pyogenes, gelten demgegenüber eher als Vertreter bakterieller Spezies mit geringer Resistenzentwicklung; umso wichtiger ist es, typische Empfindlichkeiten und Resistenzen zu kennen, um Entwicklungen zu erkennen und Differentialdiagnosen zu erwägen, wenn ungewöhnliche Resistenzen gefunden werden. Schließlich sind in den vergangenen Jahren Enterokokken vermehrt als Infektionserreger aufgetreten, wobei im Wesentlichen Patienten mit Vorerkrankungen betroffen sind. Enterokokken verfügen über eine ausgeprägte intrinsische Antibiotikaresistenz, die manche Antibiotika wertlos machen und bei anderen nur Kombinationstherapien zulassen.
Bald nach der Einführung des Penizillins in die Therapie wurden Resistenzen gegen das Antibiotikum bekannt (9). Im Folgenden entwickelten sich Resistenzen gegen alle Nachfolgeantibiotika und schon kurz nach Einführung des ersten penizillinasefesten Penizillins (Methicillin) wurden die ersten resistenten Stämme beschrieben, von diesen Stämmen leitet sich auch die Bezeichnung MRSA ab.
Die Resistenz gegenüber penicillinasesensiblen Penicillinen wird im Wesentlichen durch ß-Laktamasen hervorgerufen, von denen bei S. aureus vier unterschiedliche beschrieben (A-C) sind, wobei aber die klinische Bedeutung einer Identifizierung nicht sicher ist. Allerdings weist die ß-Laktamase vom Typ C eine geringere Inhibierbarkeit durch den ß-Laktamase-Inhibitor Tazobactam auf, so dass Therapieversager durch die fixe Kombination Piperacillin/Tazobactam bei Infektionen mit solchen Stämmen möglich erscheinen. Ebenso zeigt die ß-Laktamase vom Typ A eine gegenüber den anderen Enzymen stärker ausgeprägte Aktivität gegen Cefazolin. Berichte über Therapieversagen unter Cefazolin bei einem S. aureus mit ß-Laktamase vom Typ A liegen vor (10).
Die meisten penicillinasebildenden Staphylokokken lassen sich durch die üblichen Resistenzbestimmungen leicht detektieren. Zu beachten ist allerdings, dass die Hemmhofdurchmesser, die als Grenzwerte verwendet werden, für Staphylokokken üblicherweise kleiner sind als für andere Mikroorganismen (DIN). Dies weist bereits auf die Existenz von Stämmen mit nur gering ausgeprägter basaler ß-Laktamase-Expression hin. Verdacht auf ß-Laktamase-Bildung muss man deshalb schon bei Penicillin-MHKs > 0,03 mg/l haben. Eine eigene Studie hat gezeigt, dass die Detektion der Betalaktamase bei solchen Stämmen phänotypisch am sensitivsten mit der Charakterisierung des Penicillin-Hemmhofrandes (11) oder dem Clover-Leaf-Test gelingt. Die Sensitivität des Nitrocephin-Testes ist selbst nach Induktion durch ein ß-Laktam ungenügend.
Die Bedeutung der ß-Laktamase-Detektion bei S. aureus liegt insbesondere in der sicheren Erkennung von Penicillin-sensiblen Stämmen, bei diesen ist eine Therapie mit diesem Antibiotikum angezeigt, da ß-Laktamase-feste ß-Laktame üblicherweise eine geringere Wirksamkeit aufweisen.
Für das Vorgehen im Routinelabor sollten die meisten ß-Laktamase-bildenden Stämme kein Problem darstellen; sie sind mit den verwendeten Methoden erkennbar. Für Zweifelsfälle sollte es möglich sein, einen ß-Laktamase-Test, sei es über die Charakterisierung des Penicillin-Hemmhofrandes oder den Clover-Leaf-Test durchzuführen. Dieser Test sollte auf alle Fälle bei Stämmen mit Penicillin-MHKs zwischen 0,03 und 0,12 Anwendung finden.
Konsequenz aus dem Ergebnis der Penicillinresistenz bzw. dem ß-Laktamasetest ist eine Vorhersage der klinischen Wirksamkeit von penicillinasesensiblen Penicillinen und gilt daher für Penicillin-G und seine Derivate sowie für Ampicillin, Mezlocillin und Piperacillin. Liegt eine Resistenz gegen Penicillin vor, müssen diese Antibiotika also ebenfalls als unwirksam angesehen werden. ß-Laktam/ß-Laktamase-Inhibitor-Kombinationen können wirksam sein, sofern keine Oxacillin-Resistenz (s.u.) vorliegt.
Der nächste Parameter, der beachtet werden muss, ist die Empfindlichkeit gegenüber Oxacillin. Das Ergebnis sagt die Wirksamkeit von ß-laktamasefesten ß-Laktamen und von ß-Laktam/ß-Laktamaseinhibitor-Kombinationen vorher. Eine Resistenz gegen Oxacillin beruht in den meisten Fällen auf der Bildung eines zusätzlichen Penicillin-bindenden Proteins (PBP2a), d.h. eines zusätzlichen zellwandaufbauenden Enzyms. Dieses PBP zeichnet sich durch eine verringerte Affinität für ß-Laktam-Antibiotika bei weitgehend erhaltener Transpeptidaseaktivität aus. Gegenüber diesen Stämmen weisen die derzeit verfügbaren ß-Laktamantibiotika keine verwertbare Wirksamkeit auf. Konsequenz ist also, dass alle ß-Laktamantibiotika als unwirksam angesehen werden müssen.
Klassisch wird die Resistenz gegen Oxacillin mit einem Agardilutionstest durchgeführt, bei dem eine Oxacillinkonzentration (6 mg/l) in der Gegenwart von 4% NaCl verwendet wird (sog. Oxacillin-Screen-Test). Bei entsprechender Anpassung kann er auch für koagulase-negative Staphylokokken verwendet werden (12). Andere zum Screening geeignete Methoden verwenden ein Cefoxitin-Plättchen (13, 14, 15, 16, 17) oder in den Agar eingebrachtes Cefoxitin (18). Zum Nachweis des zusätzlichen PBP2a liegt ein Latexagglutinationstest vor, mit dem die Anwesenheit dieses Proteins in der Zellwand leicht, spezifisch und schnell nachgewiesen werden kann (19). Gold Standard ist aber die PCR zum Nachweis des mecA-Genes, welches für das zusätzliche PBP kodiert. Dieser Test liegt in verschiedenen Varianten und für verschiedene Plattformen vor und erlaubt ebenfalls eine schnelle und sichere Detektion dieser Resistenz.
Die Oxacillinresistenz ist ein Beispiel für einen Resistenzmechanismus, dessen Detektion besonderer Aufmerksamkeit bedarf. Früher verwendete Verfahren haben die Resistenz häufig übersehen, weil sie das besondere Expressionsverhalten des Genes nicht berücksichtigten. Unter den MRSA-Stämmen gibt es solche, bei denen nur ein kleiner Anteil der Population das mecA-Gen so exprimiert, dass eine eindeutige Resistenz resultiert (sog. Heteroresistenz). Diese Stämmen erscheinen in den üblichen Testverfahren sensibel. Erst der Zusatz von NaCl und eine dichtere Einsaat erlaubt es, diese Resistenz zu detektieren.
Im Prinzip gelten die Ausführungen für alle Staphylokokkenspezies, bei koagulase-negativen Staphylokokken sind jedoch einige Besonderheiten bei der Untersuchung der Oxacillinresistenz zu beachten. Die für S. aureus gültigen Grenzwerte sind nicht auf koagulase-negative Staphylokokken zu übertragen und es gelten deutlich niedrigere Grenzwerte von nur 0,25 mg/l (20). Mit diesem Grenzwert wird bei einigen Spezies (insbes. S. warneri, S. saprophyticus) deutlich zu häufig Resistenz detektiert. Es ist vorgeschlagen worden, die Grenzwerte für diese Spezies höher anzusetzen (21) oder Zusatztests wie z.B. die PBP2a-Detektion durchzuführen.
Für S. lugdunensis als wichtigem Erreger von Endokarditis liegen wenige Daten zur Resistenzsituation und zu Resistenzmechanismen vor. In einer eigenen Studie konnten wir bei keinem von 12 Stämmen Penicillin, Oxacillin oder Erythromycinresistenz nachweisen, so dass Resistenz bei dieser Spezies zur Überprüfung der Identifizierung führen muss.
Resistenz gegen diese Antibiotika wird bei Staphylokokken hauptsächlich durch RNA-Methylasen verursacht, die das Adenin 2058 der 23-S-rRNA methylieren und so zu Unzugänglichkeit der Bindungsstelle für alle drei Antibiotika führen. Eine Methylierung bedeutet also Resistenz gegenüber allen drei Antibiotikaklassen. Bei diesem Resistenzmechanismus gibt es das Problem, dass sie in zwei verschiedenen Erscheinungsformen auftritt, der induzierbaren und der konstitutiven Form. Bei der induzierbaren Form, der Wildform, induziert die Anwesenheit kleiner Mengen von Erythromycin die Expression der Methylase, andere Antibiotika wie Lincosamide und Streptogramine sowie andere Makrolide sind keine Induktoren. Bei solchen Stämmen erscheint das Isolat als resistent gegen Erythromycin aber sensibel gegen Clindamycin, Streptogramin B und andere Makrolide. Der Einsatz dieser Antibiotika verbietet sich jedoch, weil es unter Therapie zur Entwicklung von Resistenzen auch gegen diese Substanzen kommen kann (22, 23). Zurückzuführen ist dieses Verhalten auf Mutationen in der für die induzierbare Expression notwendigen Regulatorregion vor dem Gen (24, 25). Stämme mit einer solchen Mutation bilden die Methylase konstitutiv und sind damit gegen alle genannten Antibiotika resistent (26).
Abzugrenzen ist die durch eine Methylase bedingte Erythromycinresistenz von der durch eine Exporterpumpe vermittelte Unempfindlichkeit (27). Stämme mit diesem Resistenzmechanismus bleiben einer Therapie mit Clindamycin zugänglich.
Differenziert werden können die beiden Mechanismen durch einen Disk-Approximationstest, bei dem Erythromycin und Clindamycin in einem Abstand von etwa 20 mm nebeneinander gelegt werden (28). Entsteht nach Inkubation der Phänotyp bei dem Erythromycin sicher als resistent zu werten ist und Clindamycin einen Hof aufweist, der aber auf der Seite zum Erythromycin verkleinert ist, handelt es sich um eine induzierbare Expression einer rRNA-Methylase und die Entstehung von resistenten Mutanten muss befürchtet werden. Fehlt diese Abflachung des Hemmhofes, handelt es sich sehr um eine nicht induzierbare Resistenz und damit um die Exporterpumpe (Abb. 1). Da bei S. aureus eine Erythromycinresistenz fast immer durch eine Methylase bedingt ist, wird der Test nur in wenigen Fällen die Anwendbarkeit von Clindamycin ergeben; bei koagulasenegativen Staphylokokken hingegen findet sich der Export als einziger Mechanismus in 20-30% aller erythromycinresistenten Stämme. Da etwa 50% aller Stämme koagulasenegativer Staphylokokken mit Methylase diese induzierbar exprimieren, findet man bei Anwendung des Testes in etwa 50% eine therapeutische Möglichkeit für Clindamycin.
Nicht verschwiegen werden soll ein weiterer, allerdings sehr seltener Mechanismus (<1%), bei dem ein inaktivierendes Enzym (LinA) Lincosamide inaktiviert. Clindamycin ist ebenfalls Substrat für dieses Enzym, wird aber nicht vollständig inaktiviert. Dieser ist am besten durch Untersuchung von Lincomycin zu erkennen und manifestiert sich durch Resistenz gegenüber diesem Antibiotikum bei erhaltener Sensibilität gegen Erythromycin. Konsequenz des Resistenzmechanismus ist Inaktivität von Clindamycin.
Gelegentlich Probleme bereitet die Untersuchung von Aminoglycosiden. Zurückzuführen ist dies bei dieser Antibiotikaklasse auf die Vielzahl von Enzymen, die Modifikation bewirken und die nur mit speziellen, nicht kommerziell erhältlichen Substraten zu erkennen sind. Die besondere Epidemiologie der Aminoglycosidresistenz bei Staphylokokken läßt aber therapeutisch relevante Schlüsse zu, da bei S. aureus ein bifunktionelles Enzym, Aac(6)-Aph(3), vorherrscht und häufiger auch mit einem weiteren Enzym, Ant(4'), kombiniert vorkommt (29). Da bereits das bifunktionale Enzym Gentamicin und Tobramycin inaktiviert, ist Tobramycin bei nachgewiesener Gentamicinresistenz ebenfalls unwirksam, die Antibiotika Netilmicin und Amikacin werden teilweise inaktiviert, was zur Aufhebung des Synergismus zwischen ß-Laktamen und diesen Aminoglycosiden führt (30). Die Anwendung dieser Kombinationen ist deshalb bei solchen Bakterienstämmen sinnlos.
Eine besondere Gefahr würde eine Ausbreitung von Resistenzen gegen Glycopeptidantibiotika darstellen, wenngleich diese Stämme derzeit noch insgesamt selten sind. Vancomycin bzw. Glycopeptid weniger empfindliche Stämme (VISA/GISA) erreichen ihre Resistenz durch eine verstärkte Produktion von Bausteinen des Peptidoglykans, die dadurch Antibiotikum binden, ohne die Zellwandsynthese zu blockieren. Die Erkennung dieses Resistenzmechanismus ist nicht trivial, da es wenig Hinweise aus dem Phänotyp gibt, dass eine solcher Mechanismus vorliegen könnte. Nur aus der MHK-Bestimmung lässt sich eine verminderte Empfindlichkeit vermuten, wenn die MHK über 2 mg/l liegt. In einem solche Fall kann die verminderten Empfindlichkeit z.B. durch einen E-Test mit einem hohen (McFarland 2) Inokulum verifiziert werden. Wirklich sichere und praktikable Screeningverfahren für diese Resistenz existieren praktisch nicht, die angewendeten Verfahren zeigen häufig eine nicht ausreichende Spezifität und Sensitivität . Am besten scheint ein Brain-Heart-Infusion-Agar mit 5 mg/l Teicoplanin abzuschneiden (31). Wenigstens in Fällen, bei denen eine Infektion mit S. aureus vorliegt und eine längerdauernde Therapie (Wochen) mit Vancomycin durchgeführt wurde, soll versucht werden, eine verminderte Empfindlichkeit z.B. durch einen E-Test nachzuweisen.
Wegen der ausgesprochenen Seltenheit der Vancomycin vollständig resistenten MRSA, die es bisher nur vereinzelt gegeben hat, sind genaue Verfahren für ihre Detektion nicht beschrieben, es scheint aber so zu sein, dass der Agardiffusionstest machmal schwierig abzulesen ist, weil das Wachstum in der Nähe des Vancomycinplättchens nur schwach ausgeprägt ist (20). Deswegen ist das Agardilutionsverfahren zu bevorzugen.
Neben den genannten Antibiotika sollte Rifampicin zumindest auf Anforderung zu testen sein; besondere Interpretationsrichtlinien braucht man für diese Substanz aber nicht. Die nur lokal angewendete Substanz Mupirocin kann einfach, im Plättchentest, untersucht werden (32). Allerdings bedeutet eine in diesem Verfahren nachgewiesene Resistenz noch nicht die Unwirksamkeit der Substanz in der lokalen Sanierung, unwirksam wird die Therapie nur, wenn die MHK über 256 mg/l liegt; diese MHK wird durch eine plasmidkodierte, gegen das Antibiotikum nicht mehr empfindliche Isoleucin-tRNA-Synthetase verursacht. Man wird daher mit dem Plättchentest screenen und bei verminderter Empfindlichkeit einen E-Test anschließen.
Bei Staphylokokken sollten die Antibiotika Penicillin, Oxacillin (oder Vertreter), Erythromycin mit Induktionstest gegen Clindamycin, Gentamicin , Cotrimoxazol, ggf. Mupirocin, Rifampicin, Fosfomycin, Tigecyclin, Linezolid und Daptomycin getestet werden, wobei die genannten Besonderheiten gelten. Die Verhältnisse bei Staphylokokken fasst Tabelle 3 zusammen.
Hier sollen Resistenzen bei S. pneumoniae, bei hämolysierenden Streptokokken und bei Endokoarditis verursachenden Streptokokken betrachtet werden.
Bereits 1967 wurden gegen Penicillin resistente Pneumokokken in Papua-Neuguinea beschrieben. Diese spielten für eine lange Zeit eine eher untergeordnete Rolle, stellen aber seit einigen Jahren in einigen Regionen ein wichtiges Problem dar. So werden in Spanien, einigen osteuropäischen Ländern, England, den USA und Südafrika in einem hohen Prozentsatz penicillinresistente Pneumokokkenstämme beobachtet . Da zudem auch bei Pneumokokken Multiresistenz beobachtet wurde, bei diesen Stämmen sind auch ß-Laktame neben Penicillin, MLSB Antibiotika, Chinolone und Chloramphenicol betroffen, gibt es bereits Infektionen mit deutlich eingeschränkten Therapieoptionen . In Deutschland sind penicillinresistente und multiresistente Pneumokokken selten, Stämme mit eingeschränkter Empfindlichkeit gegenüber Penicillin und erythromycinresistente Stämme treten aber auf.
Klassisch wird herabgesetzte Empfindlichkeit gegenüber Penicillin durch einen Plättchentest mit einem 1µg Oxacillinplättchen untersucht. Wenn hier ein Hemmhof kleiner als 19 mm (20) gefunden wird, muss die MHK des Isolates gegen Penicillin mit dem E-Test oder einem äquivalenten Verfahren untersucht werden. Liegt dann eine 0,12 < MHK < 2,0mg/l vor, kann von einem intermediär empfindlichen Stamm ausgegangen werden, dessen Therapierbarkeit mit Penicillin vom Infektionsort abhängt (Tab. 4). So sollte eine Meningitis mit Cefotaxim (oder Ceftriaxon) therapiert werden, während die Therapie einer Pneumonie durchaus mit Penicillin möglich ist (33). Zurückzuführen ist diese Situation auf die deutlich höheren Konzentrationen , die Penicillin in der Lunge im Gegensatz zu den Meningen und Liquor erzielt. Bei hochresistenten Stämmen sollte eine Cefotaxim-MHK bestimmt werden, um therapeutische Verwendbarkeit sicherzustellen.
Bei Pneumokokken sind unterschiedliche MHK gegenüber verschiedenen ß-Laktamantibiotika möglich, weil die Resistenz auf Veränderung penicillinbindender Proteine durch Mutation beruht. Da unterschiedlich ß-Laktame unterschiedliche Affinitäten für die penicillinbindenden Proteine aufweisen, kann Mutation eines Proteins auch nur ein ß-Laktam betreffen. Die Situation unterscheidet sich von den MRSA dadurch, dass bei diesen eben ein zusätzliches penicillinbindendes Protein vorliegt, das gegen alle ß-Laktame unempfindlich ist.
Erythromycinresistenz tritt mit einer Häufigkeit von etwa 20% auf (34). Die Resistenz wird in etwa der Hälfte der Fälle durch eine Methylase, in diesem Fall erm(B) hervorgerufen, welche konstitutiv exprimiert wird, also offensichtliche Clindamycinresistenz hervorruft. In der anderen Hälfte der Fälle ist die bei Streptokokken anzutreffende Exporterpumpe mef(A) verantwortlich (35).
Bei Gruppe-A-Streptokokken muss mit etwa 10-15% Resistenz gegen Erythromycin gerechnet werden, wobei Exportmechanismus und erm(A) in wechselnder Häufigkeit vorkommen (34, 35, eigene Daten). Bei Gruppe-B-Streptokokken sind etwa 15% aufgrund einer Methylase gegen Erythromycin resistent (eigene Daten).
„“[The] enterococcus ... is an exceptionally hardy microorganism“ schrieb McCarthy 1980 im Davis. In der Tat widerstehen diese Bakterien einer Vielzahl von Umweltbedingungen, darunter hohen Salzkonzentrationen, Gallensäuren, hohen Temperaturen und eben auch der Anwesenheit von Antibiotika. Da kein Antibiotikum gegen Enterokokken schnell bakterizid wirkt, war von der CLSI (damals noch NCCLS) einmal vorgeschlagen worden, die Kategorie „sensibel“ für diese Bakterien gar nicht zu verwenden. Schwierigkeiten ergeben sich bei Enterokokken auch aus der häufig berichteten Diskrepanz zwischen In-Vitro-Ergebnis und klinischer Wirksamkeit. Allgemein gilt jedoch, dass für Enterokokken Ampicillin das Penicillin der ersten Wahl darstellt. Allerdings kommen bei Enterococcus faecium sehr häufig Resistenzen vor (89% PEG 2004), die durch Veränderungen des PBP5 bedingt sind (36, 37). Das Testergebnis für Ampicillin ist bei beiden wichtigen Spezies üblicherweise auf Mezlocillin und Imipenem übertragbar (38), obgleich es Berichte über Penicillin und Imipenem resistente aber Ampicillin empfindliche Enterokokkenstämme gibt (39). Piperacillin und Meropenem weisen insbesondere gegen E. faecium eine geringere Wirksamkeit auf (40). Ampicillinresistenz bei E. faecalis ist eine Ausnahme (3% nach PEG-Studie) und nur äußerst selten auf eine ß-Laktamase zurückzuführen. Ein ampicillinresistenter Stamm von E. faecalis sollte also zunächst an der Identifizierung zweifeln lassen. Auch bei Chinolonen ist bei Enterokokken eine Resistenzzunahme zu verzeichen, die auch die modernen Substanzen betrifft, so dass diese Substanzklasse noch immer keine Alternative zur Therapie darstellt.
Bei E. faecium ist mit einer hohen Frequenz von Vancomycinresistenz zu rechnen (14% PEG), die wegen der Kopplung mit verändertem PBP5, das für die Ampicillinresistenz verantwortlich ist (36), mit diesem vergesellschaftet ist. Beide Resistenzen sind bei E. faecalis selten (<1%). Entsprechend wird es bei E. faecium eher erforderlich sein, Linezolid oder z.B. Tigecyclin zu untersuchen.
Die gelegentlich geforderte Unterscheidung zwischen den Genen, die Vancomycinresistenz vermitteln, erscheint akademisch, da auch das induzierbare vanB-Gen durchaus unter Therapie genügend Aktivität entwickeln kann, Teicoplaninresistenz zu vermitteln (41, 42).
Für die Untersuchung von Vancomycin kann der Plättchentest insbesondere bei E. faecalis nicht verwendet werden, weil die Hemmhofdurchmesser zwischen „resistent“ und „sensibel“ praktisch nicht unterscheidbar sind. Für das Screening verwendet man eine BHI-Agarplatte, der 6µg/ml Vancomycin zugesetzt sind (43). Die Bestätigung erfolgt mit dem E-Test.
Eine gute Alternative zur Detektion dieses Resistenzmechanismus stellt die Verwendung automatisierter System dar, deren Hersteller diese Herausforderung erfolgreich angenommen haben.
Zu Kontroversen führt auch immer wieder die in vitro messbare Empfindlichkeit von Enterokokken gegen Sulfonamid/Folatreduktase-Inhibitor-Kombinationen. Diese Kombinationen führen zu erniedrigten Konzentrationen von Folsäure im Bakterium. Wesentlich wird der Weg zur Synthese von Thymidin und damit die DNA-Synthese inhibiert. Da Enterokokken Thymidin bzw. Folsäure auch dem Medium entnehmen können, sind sie auf die Synthese von Folsäure nicht angewiesen, wenn eine der Substanzen im Medium ausreichend vorliegt (44, 45, 46, 47). Da die Testmedien nur geringe Konzentrationen von Thymidin und Folsäure enthalten, müssen Enterokokken dort Folsäure synthetisieren und der Weg kann durch Sulfonamide/Folatreduktaseinhibtoren gehemmt werden. Da im infizierten Gewebe diese Substanzen aber dem Bakterium zur Verfügung stehen, ist es in vivo resistent. Das Testergebnis für diese Kombination sollte also nicht mitgeteilt werden.
Enterokokken sind bei Zugrundelegung der üblichen Grenzwerte gegen Aminoglycoside natürlich resistent. Dennoch wirkt die Kombination aus einem ß-Laktam-Antibiotikum (meist Ampicillin) und Gentamicin synergistisch. Dieser Effekt wird besonders bei Endokarditis ausgenutzt. Nicht mehr mit Synergismus ist allerdings in Stämmen zu rechnen, die aminoglycosid-modifizierende Enzyme akquiriert haben. Bei diesen Enzymen handelt es sich um die gleichen wie sie auch bei Staphylokokken auftreten, sie sind also auch gegen Netilmicin und Amikacin aktiv. Zur Detektion dieser Hochresistenz verwendet man einen Agardilutionstest, bei dem 500 mg/L Gentamicin in BHI-Agar eingebracht werden (20). Wachstum zeigt an, dass die Hochresistenz vorliegt und mit einem Synergismus in der Therapie nicht mehr gerechnet werden kann; dementsprechend muss auf die genannten Aminoglycoside verzichtet werden. Man testet dann noch mit dem gleichen Verfahren Streptomycin (allerdings mit 2000 mg/L) um festzustellen, ob auch gegen Streptomycin Hochresistenz besteht (20).
Die Vielzahl von Spezies der Enterobakterien, ihre verschiedenen Habitate und ihre Fähigkeit zum Genaustausch mögen die Gründe für eine relativ schnelle Resistenzentwicklung bei diesen Bakterien sein. Entwickelt haben sich insbesondere eine Vielzahl von ß-Laktamasen mit unterschiedlichen Substratprofilen und verbleibenden therapeutischen Optionen. Dabei sind viele der neuen ß-Laktamasen von existierenden Enzymen durch Mutationen abgeleitet. Entsprechend sind gelegentlich zu bekannten Verhaltensweisen neue hinzu gekommen.
Für die Einteilung von ß-Laktamasen werden ihr Substratprofil, die Möglichkeit, sie durch ß-Laktamase-Inhibitoren zu inhibieren, ihr Kodierungsort und molekularbiologische Kriterien herangezogen (48).
Penicillinasen sind die klassischen ß-Laktamasen, die durch Vermittlung von Resistenz gegenüber Penicillinen (insbes. Ampicillin) auffallen. Sie sind häufig auf Plasmiden kodiert und durch ß-Laktamase-Inhibitoren hemmbar. Die Probleme der Identifizierung dieser Enzyme resultieren u.a. aus den erheblich differierenden Mengen produzierter ß-Laktamase, die unterschiedliches Substratverhalten suggerieren können.
Klassisch ist eine Penicillinase bei ampicillinresistenten E. coli oder bei Klebsiella pneumoniae. Der typische Phänotyp manifestiert sich in eindeutiger Resistenz gegen Ampicillin bei Sensibilität gegen Ampicillin/Amoxicillin plus ß-Laktamase-Inhibitor (Tab.5). Es kommen dabei Stämme vor, die in vitro noch sensibel gegen Piperacillin oder Mezlocillin erscheinen, aber mit den genannten Antibiotika nicht sicher therapierbar sind . Das beschriebene Verhalten ist typisch für Stämme, die in vitro nur relativ wenig ß-Laktamase produzieren, bei solchen mit hoher Enzymproduktion kommt sichtbar verminderte Empfindlichkeit gegen Inhibitorkombinationen und die älteren Cephalosporine ebenfalls vor (5, 6) und belegen, dass die ß-Laktamase in der Lage ist , andere Penicilline, wie Piperacillin, und Cefalosporine der ersten Generation ebenfalls zu inaktivieren (49). Gemeinsam ist den besprochenen Antibiotika ein Inokulumeffekt, der sich dadurch manifestiert, dass erhöhte Bakterienkonzentrationen in der Resistenzbestimmung zu einem deutlichen Ansteigen der MHK führen, dieses Phänomen ist mit schlechterem Therapieerfolg vergesellschaftet (50, 51).
Ähnlich wie E. coli ist P. mirabilis zu bewerten. Klebsiella pneumoniae zeigt Phänotypen mit der gleichen Bedeutung wie bei E. coli, die ß-Laktamase ist allerdings hier chromosomal kodiert und stellt damit eine Spezieseigenschaft dar.
Besonderheiten weist K. oxytoca auf. Die chromosomal kodierte ß-Laktamase kommt in einer basal exprimierten Form vor, in der sich das Verhalten dieser Spezies nicht wesentlich von dem der K. pneumoniae unterscheidet. Es existiert weiterhin eine überexprimierte Form der chromosomalen ß-Laktamase, die neben den Penicillinen auch Cephalosporine der zweiten und dritten Generation spaltet. Typisch ist, dass Ceftazidim sensibel und Cefotaxim resistent erscheinen kann, auch gegen Aztreonam ist das Enzym aktiv (52; Tab. 5).
Bei Proteus vulgaris und Citrobacter koseri gibt es eine natürliche Cephalosporinase, die besonders gegen Cefuroxim aktiv ist. Obwohl diese auch in dereprimierter Form vorkommt, ist eine Resistenzentwickling unter Therapie selten. Der typische Phänotyp dieses Enzyms manifestiert sich durch eine Resistenz gegen Ampicillin und Cefuroxim (53).
Citrobacter freundii und andere Spezies der Citrobacter-freundii-Gruppe sowie Enterobacter spp. zeigen typischerweise eine induzierbare chromosomale Cephalosporinase, deren Expression insbesondere durch Ampicillin und Cefoxitin induziert wird. Induzierend wirkt dabei nicht das Antibiotikum selbst, sondern die durch seine Wirkung entstehenden Zellwandabbauprodukte, die während ihres Recyclings hohen intrazelluläre Konzentrationen erreichen. Das diese Substanzen abbauende Enzym, AmpD, kann bereits durch eine Punktmutation unwirksam werden, wodurch die Konzentration der induzierenden Substanz ständig hoch bleibt (54). Die ß-Laktamase ist auch gegen nicht induzierende ß-Laktame wirksam, d.h. sie spaltet auch Piperacillin, Cefotaxim und andere Drittgenerationscephalosporine sowie Aztreonam. Deutlich sichtbar wird die Aktivität des Enzyms, wenn man einen Induktor (Cefoxitin oder Imipenem) in etwa 2 cm Abstand von einem nicht-induzierenden Antibiotikum in einen Agardiffusionstest auflegt. Der Hemmhof des nichtinduzierenden Antibiotikums wird auf der dem Induktor zugewandten Seite abgeflacht. Da eine Punktmutation in AmpD ausreicht, um die ß-Laktamase dauerhaft zu exprimieren, entwickeln sich auch unter Therapie Mutanten, die gegen alle ß-Laktamantibiotika außer den Carbapenemen resistent sind (55). Enterobacter spp. und Citrobacter freundii sollten deshalb nicht als sensibel gegenüber Drittgenerationscephalosporinen und Penicillinen bezeichnet werden.
In den vergangenen Jahren sind zunehmend so genannte extended-spectrum ß-Laktamasen (ESBL) aufgetreten, die die Diagnostik vor Herausforderungen gestellt und die Therapie weiter erschwert haben. ESBL spalten neben ihren eigentlichen Substraten, meist Penicillinen, auch Drittgenerationscephalosporine und Aztreonam. Patienten, die mit einem ESBL-produzierenden Stamm infiziert sind und trotzdem ein Cephalosporin erhalten, zeigen eine höhere Letalität als solche Patienten, die mit Carbapenemen therapiert werden (56, 57, 58, 59, 60). Bedeutsam ist diese Beobachtung weil ESBL-tragende Stämme z.T. MHKs bei den Cephalosporinen aufweisen können, die noch im sensiblen Bereich liegen. ESBL sind von Penicillinasen abgeleitete Enzyme, bei denen durch Punktmutationen nur wenige Aminosäuren in der Sequenz geändert wurden, entsprechend sind sie durch ß-Laktamase-Inhibitoren inhibierbar. Folgerichtig manifestiert sich der typische Phänotyp durch eine niedrigere MHK gegenüber der Kombination aus Drittgenerationscephalosporin und ß-Laktamase-Inhibitor als gegen das Cephalosporin alleine. Laut CLSI ist dabei eine Differenz in den Hemmhofdurchmessern von mindestens 5 mm wegweisend. Augenfällig wird die Inhibition auch durch Platzierung eines Plättchens mit Amoxicillin/Clavulansäure in der Nähe des Cephalosporins. Findet sich eine Erweiterung des Hemmhofes oder sogar „Geisterzonen“, so weist dies ebenfalls auf eine ESBL hin (61, Abb. 2). Ein weiteres Verfahren, ESBL zu detektieren, bietet der E-Test, bei dem die eine Hälfte des Streifens mit einem Cephalosporin und die andere mit einer Kombination des gleichen Antibiotikums und einem ß-Laktamase-Inhibitor beschickt ist. Eine MHK-Reduktion auf mindestens 1/8 oder die Entstehung von „Geisterzonen“ wird ebenfalls als Hinweis auf eine ESBL gewertet. Kommerzielle automatisierte Systeme verwenden unterschiedliche Verfahren, ESBL zu detektieren. Bei den üblicherweise betroffenen Spezies, E. coli und Klebsiella spp., funktionieren diese recht zuverlässig, Probleme entstehen insbesondere bei selteneren Spezies und bei Kombinationen von Resistenzmechanismen (62, 63, 64, 65, 66, 67, 68). Wichtig für die Detektion in der Routine ist es, Kriterien zu definieren, anhand derer man die Indikation zu einem Bestätigungstest für ESBL stellt. Bei den kommerziellen Systemen ist dies einfach, der Verdacht wird mitgeteilt und darf bei E. coli und Klebsiella spp. übernommen werden (62, 65). Bei dem häufig angewandten Agar-Diffusionstest kann es im Einzelfall allerdings schwierig sein, den Verdacht zu schöpfen, aufmerksam machen sollten Hemmhöfe bei Cefotaxim oder Ceftazidim, die kleiner als üblich sind oder eindeutig im resistenten Bereich liegen, insbesondere wenn Cefoxitin noch sensibel ist und sich bei Piperacillin/Tazobactam eine Differenz zu Piperacillin findet (Tab. 6). Da die verschiedenen Cephalosporine unterschiedlich gute Substrate der ESBL darstellen, können sich die Testergebnisse der Substanzen unterscheiden, weswegen man in den konventionellen Tests mehrere ß-Laktame testen sollte (z.B. Ceftazidim und Cefotaxim, zur Abgrenzung von AmpC-ß-Laktamasen auch Cefoxitin).
Die Bedeutung der ESBL liegt, wie oben genannt, in der klinischen Unwirksamkeit von Cephalosporinen bei der Therapie schwerer Infektionen (59, 69). Da die Enzyme meist in großer Menge gebildet werden, sind Kombinationen aus ß-Laktamen und ß-Laktamaseinhibitoren ebenfalls nicht sicher wirksam (70). Entsprechend wird empfohlen, sie nicht zu verwenden (51, 71). Es gibt dennoch Berichte über die erfolgreiche Anwendung von Piperacillin/Tazobactam bei Infektionen mit ESBL (60). Bevor nicht eindeutige Belege für eine Wirksamkeit auch bei Sepsis und Pneumonie vorliegen, bleiben Carbapeneme die Mittel der Wahl.
Sehr selten sind im Moment noch Enzyme, die auch Carbapeneme spalten. Diese Eigenschaft weisen Metallo-ß-Laktamasen auf, Enzyme wie sie bei Stenotrophomonas maltophilia bekannt sind. Die daneben beschriebenen KPC-ß-Laktamasen sind bisher hauptsächlich in New York aufgetreten (72). Dieses Enzym ist mit dem Plättchentest durchaus zu detektieren (73). Eine Untersuchung ist nur sinnvoll, wenn auch Resistenz gegen Cephalosporine vorliegt, gegen die das Enzym ebenfalls aktiv ist. Wenn bei einem Enterobakterium eine verminderte Sensibilität gegenüber Carbapenemen gefunden wird, ist dies meist auf einen Porinverlust, gelegentlich in Kombination mit einer überexprimierten AmpC-ß-Laktamase zurückzuführen. Liegt keine überexprimierte AmpC-ß-Laktamase, also ein Porinverlust vor, bedeutet dies, dass andere, als sensibel getestete ß-Laktam-Antibiotika durchaus therapeutisch wirksam sein können. Die Bewertung von Resistenztestung fasst Tab. 5 zusammen.
Die Bewertung von Chinolonresistenz bei Enterobakterien ist demgegenüber einfacher. Da verminderte Empfindlichkeit fast immer auf Mutationen der Gyrase zurückzuführen ist und diese verminderte Bindung aller verfügbaren Chinolone bedeuten, bedeutet Resistenz gegenüber einem Chinolon vorhersagbar Resistenz gegen die anderen Substanzen dieser Klasse (74). Gelegentliche Differenzen um eine Bewertungsstufe mögen auf substanzspezifische Unterschiede oder unterschiedliche Penetration in Verbindung mit der entscheidenden Mutation zurück zu führen sein, die Bewertung ändert dies nicht. Noch selten sind Plasmide, die für ein Protein kodieren, das sich an die Gyrase bindet und so den Zugang für Chinolone blockiert (target protection, 75, 76). Die durch diesen Mechanismus verursachte Änderung der Empfindlichkeit führt allein nicht zu ausgeprägter Resistenz, es wird aber vermutet, dass sie in Kombination mit weiteren Faktoren die Resistenzentwicklung beschleunigen kann (77)
Wichtig ist es, darauf hinzuweisen, dass bei schweren Infektionen offenbar auch die ersten Mutationen schon therapeutisch wichtig sind. So bedeutet bei Salmonella Typhi eine Resistenz gegen Nalidixinsäure therapeutische Unwirksamkeit von Ciprofloxacin, selbst wenn gegenüber Ciprofloxacin in vitro Empfindlichkeit besteht (78, 79). Konsequenz ist, dass bei S. Typhi Nalidixinsäure getestet und das Ergebnis auf Ciprofloxacin übertragen werden muss. Alternativ wurde vorgeschlagen, niedrigere Grenzwerte (0,12 mg/L für Ciprofloxacin und 0,25 mg/L für Levofloxacin) anzusetzen (80).
Bei P. aeruginosa ist die Erkennung von Resistenzmechanismen aus der Resistenzbestimmung schwierig, da häufig mehrere Mechanismen kombiniert sind. Grundsätzlich produziert P. aeruginosa eine chromosomale AmpC-ß-Laktamase, deren Derepression jedoch nicht so leicht und vorhersehbar erfolgt wie bei Enterobacter, was auf die Existenz von drei unterschiedlichen Regulatorgenen zurückgeführt wird, die alle drei Mutationen aufweisen müssen, um zu voll dereprimierter Expression zu gelangen (81). Das Substratprofil entspricht in etwa dem der AmpC-ß-Laktamasen bei Enterobakterien. Daneben kommen plasmidkodierte Penicillinasen, einschließlich Inhibitorresistenter ß-Laktamasen, ESBL und Metallo-ß-Laktamasen vor. Kombiniert mit diesen ß-Laktamasen treten Porinmutanten auf, die das Bild komplizierter gestalten. Da jedoch in Deutschland ESBL und Metallobetalaktamasen sowie plasmidkodierte Penicillinasen bei P. aeruginosa selten sind, lassen sich gewisse Ableitungen treffen. So ist es momentan wenig sinnvoll, bei dieser Spezies ß-Laktamase-Inhibitoren zu testen, da der wichtigste Mechanismus eben die AmpC-ß-Laktamase ist, welche – wie bei Enterobakterien - nicht auf ß-Laktamaseinhibitoren empfindlich ist (82). Wenn dennoch ein ß-Laktam, sinnvollerweise Piperacillin, und eine ß-Laktam/ß-Laktamaseinhibitor-Kombination, sinnvollerweise Piperacillin/Tazobactam, getestet wird, sollte nicht davon ausgegangen werden, dass es tatsächlich einen Vorteil der Kombination gegenüber der Einzelsubstanz gibt; wo dies dennoch auftritt, muss nach einer plasmidkodierten ESBL gesucht werden. Wenn man dann das Vorgehen bei Enterobakterien auf solche Stämme überträgt, ergeben sich jedoch keine therapeutischen Konsequenzen.
Für Resistenz gegen Carbapeneme existieren neben den Metallobetalaktamasen die Mutation des oprD, die zu geringerer Penetration von Imipenem und Meropenem führt, die Hyperexpression von AmpC, die zur Imipenemresistenz beiträgt und die verstärkte Expression von Exporterpumpen, insbesondere MexAB-OprM, die insbesondere zur Resistenz gegen Meropenem, Ertapenem und Aztreonam beiträgt (82, 83, 84).
Nachdem die Evidenzen klarer werden, dass auch bei P. aeruginosa die Zugabe eines Aminoglycosides die Therapie nicht verbessert (85), nimmt der klinische Wert der Bestimmung von Resistenzmechanismen ab. Da es zudem eine Vielzahl von aminoglycosidmodifizierenden Enzymen gibt (86), die häufig nicht mit den allgemein erhältlichen Substanzen zu detektieren sind, Penetrationsbarrieren häufig sind und Export des Antibiotikums vorkommt, gibt es kaum Möglichkeiten, Regeln für die phänotypische Erkennung abzuleiten. Europäische Daten legen nahe, dass Unterschiede zwischen Gentamicin und Tobramycin relativ selten sind (87).
Die Resistenzmechanismen und ihre Interpretation gegen Chinolone entsprechen denen bei Enterobakterien (88).
Über Nonfermenter außer P. aeruginosa liegen weniger Daten vor. Zu Acinetobacter baumannii gibt es einige Berichte über ß-Laktamase-Empfindlichkeit und zu anderen Antibiotika. So verfügt auch diese Spezies über eine chromosomale AmpC-ß-Laktamase, die eine ähnliche Substratspezifität wie die anderen chromosomalen Enzyme hat. Man kann für die ß-Laktame also Verhältnisse erwarten, wie für Enterobacter und Citrobacter freundii, mit dem Unterschied, dass die Entwicklung resistenter Mutanten nicht auf Mutation regulatorischer Gene zurückzuführen ist, sondern auf Insertion eines Elementes, das einen starken Promoter trägt, vor dem Strukturgen (89, 90, 91). Bemerkenswert an Acinetobacter ist, dass Sulbactam offenbar eine intrinsische Wirksamkeit gegenüber dieser Spezies entfaltet (92, 93). Allerdings trifft dies nicht für alle Isolate zu, so dass man sich auf das Ergebnis der Testung verlassen muss. In einigen Fällen wurde die Kombination Ampicillin/Sulbactam oder Cefoperazone/Sulbactam offenbar klinisch mit Erfolg angewendet (94).
Die bei A. baumanii angetroffene Imipenemresistenz ist meist auf eine ß-Laktamasen der Klasse D (OXA Enzyme) zurückzuführen. In diesen Fällen sollte Aztreonam sensibel getestet sein. Erschwert wird die Situation dadurch, dass neben der Metallo-ß-Laktamase häufig auch eine überexprimierte AmpC-ß-sowie weitere, plasmidkodierte Laktamasen vorliegen. In diesem Fall sind dann alle verfügbaren ß-Laktamantibiotika als resistent anzusehen.
Des weiteren ist A. baumannii bekannt dafür, Resistenzen gegen praktisch alle verfügbaren Antibiotika zu entwickeln (82, 95).
Einen Sonderfall stellt weiterhin Stenotrophomonas maltophilia dar. Dieses Bakterium ist häufig gegen (fast) alle ß-Laktame resistent. Manipulierbar ist das Resistenzverhalten u.a. durch die Verwendung unterschiedlicher Inkubationstemperaturen (96). Damit einher geht die nur als unzureichend einzustufende klinische Wirksamkeit von ß-Laktamantibiotika bei Infektionen mit S. maltophilia. Das Bakterium verfügt üblicherweise über zwei ß-Laktamasen, L1 und L2. L1 ist eine typische Metallo-ß-Laktamase, die gegenüber Imipenem aktiv und gegen Aztreonam inaktiv ist. Dieses Enzym wird von ß-Laktamase-Inhibitoren nicht gehemmt. L2, eine chromosomale Cephalosporinase, spaltet Aztreonam, jedoch nicht Imipenem und wird durch ß-Laktamase-Inhibitioren gehemmt (82, 97). Dadurch ergeben sich gelegentlich kuriose Situationen, in denen manche ß-Laktame außer Imipenem sensibel erscheinen und eine Wirkungsverstärkung durch ß-Laktamaseinhibitoren gegenüber Aztreonam beobachtet wird (Abb. 3). Dies darf nicht zu der Annahme führen, es läge eine ESBL vor (98). Vielmehr ist hier eine nur gering exprimierte L2 ß-Laktamase sowie eine L1 ß-Laktamase zu vermuten.
Bei Stenotrophomonas maltophilia wird die Chinolonresistenz im Gegensatz zu Staphylokokken, Enterobakterien und Pseudomonas nicht wesentlich durch Mutationen in der Topoisomerase/Gyrase bedingt, sondern ist auf überexprimierte Exporterpumpen zurück zu führen. Im Ergebnis bedeutet dies, dass bei S. maltophilia unterschiedliche Resistenzen gegenüber verschiedenen Chinolonen vorliegen können. Diese sollten also alle untersucht werden. Ob sie für die Therapie einer Infektion wirklich geeignet sind, ist nicht eindeutig belegt. Erschwerend kommt hinzu, dass Chinolone resistente Mutanten häufig selektieren; diese Mutanten sind dann meist gegen alle Chinolone resistent (99). Die Selektion resistenter Mutanten unter Therapie mit ß-Laktamen, Chinolonen oder Aminoglycosiden ist eine häufiges Ereignis (100).
Typische Resistenzen bzw. Empfindlichkeiten einiger anderer Non-Fermenter sind in Tab. 7 dargestellt.
In Abhängigkeit von den bakteriellen Resistenzmechanismen muss mit der Unwirksamkeit verschiedener Antibiotika gerechnet werden. Dabei ist es durchaus häufig, dass die in vitro erhaltenen Testergebnisse nicht den biochemischen Substratprofilen des zugrunde liegenden Mechanismus entsprechen. In vielen Fällen hängt aber die klinische Wirksamkeit von dem Resistenzmechanismus und nicht unbedingt von dem Testergebnis ab. Um diese potenziell irreführenden Ergebnisse zu vermeiden, bedarf es einer auf den zu detektierenden Resistenzmechanismus abgestimmten Kombination von Untersuchungsverfahren. Die Interpretation der dabei erhaltenen Ergebnisse stellt Herausforderungen an das Wissen des Mikrobiologen, der Identifizierung und Phänotyp der Resistenzbestimmung zu einer klinisch relevanten Diagnose verarbeiten muss. Helfen können dabei die hier dargestellten Tabellen und vielleicht folgender Link http://memiserf.medmikro.ruhr-uni-bochum.de/ResId.